L'ataxie spinocérébelleuse avec neuropathie axonale (SCAN1) est un rare syndrome neurodégénératif récessif associé à une atrophie cérébelleuse et à une neuropathie périphérique. Il est causé par une mutation homozygote dans le gène tyrosyl-ADN phosphodiestérase-1 (TDP1) (A1478G). Cette mutation entraîne une substitution de l'histidine 493 par une arginine (H493R) dans le site catalytique de TDP1, ce qui conduit à une diminution de l’activité de TDP1. TDP1 hydrolyse la liaison entre une extrémité 3' de l'ADN et une tyrosine au sein d'un complexe de clivage de la topoisomérase I (TOP1cc) piégé sur la chromatine. TDP1 n'excise pas seulement les TOP1cc piégés, mais répare également d'autres lésions bloquant l'extrémité 3', notamment les 3'-phosphoglycolates qui résultent d’une oxydation. Toutefois, le mécanisme par lequel la mutation TDP1 H493R entraine le phénotype SCAN1, qui est associé avec la mort des neurones post-mitotiques, est peu connu. Les cassures double-brin (DSBs) de l'ADN sont peu fréquentes mais parmi les lésions génomiques les plus sévères. Un défaut de réparation peut induire la mort cellulaire, et elles ont été impliquées dans la pathogénèse de nombreuses maladies humaines, incluant des syndromes neurodégénératifs. Mon objectif de doctorat a été de déterminer si le phénotype SCAN1 pouvait être lié à une accumulation de DSBs dans des cellules non réplicatives portant la mutation TDP1 H493R. Les seuls modèles disponibles pour étudier l'impact de cette mutation étaient des lignées de cellules lymphoblastoïdes provenant de patients SCAN1 comparées à celles d'individus sains. Nous avons donc généré des modèles de cellules d'ostéosarcome U2OS homozygotes pour TDP1 H493R ou TDP1 KO en utilisant la technique CRISPR-Cas9. Nous avons également généré des cellules primaires de poumon WI38 hTERT TDP1 KO. Nous avons observé que les cellules TDP1 H493R et TDP1 KO accumulent des DSBs endogènes, principalement dans la phase G1 du cycle cellulaire par rapport à la phase S. Une augmentation de DSBs a également été observée après déplétion de TDP1 par siRNA dans les cellules WI38 hTERT quiescentes, suggérant la nature réplication-indépendante de ces DSBs. Le traitement des cellules TDP1 H493R et TDP1 KO par la camptothécine, qui induit spécifiquement des TOP1ccs, suggère en outre que l'accumulation de DSBs pourrait être liée au défaut d'élimination des TOP1ccs. Ensuite, nous nous sommes demandé si l'accumulation de DSBs dans ces cellules pouvait être liée à une augmentation de la production de ces DSBs et/ou à un défaut dans leur réparation. Notamment, les structures R-loops qui se forment lors de la transcription peuvent induire des DSBs dans les cellules non réplicatives. Nous avons montré que la déficience en TDP1 modulait les R-loops sur certains gènes, ce qui soulève la possibilité de leur implication dans la formation de DSBs. L'analyse de la réparation des DSBs après traitement par la camptothécine a révélé que les cellules TDP1 H493R et TDP1 KO étaient toutes deux défectueuses dans la réparation des DSBs en G1 mais pas en S, la mutation TDP1 H493R ayant l'effet le plus prononcé. Ces résultats suggèrent que les DSBs pourraient s'accumuler spécifiquement dans les cellules déficientes en TDP1 qui ne répliquent pas en raison d'une réparation défectueuse de ces cassures. L’ensemble des notre résultats apporte de nouvelles informations sur l'étiologie du syndrome neurodégénératif SCAN1. Ce travail a été soutenu par une bourse de doctorat dans le cadre du programme universitaire franco-italien VINCI 2016.